Canales cardiacos de Potasio

Papel fisiológico de los canales de K+
Clasificación de los canales de K+
A) Canales de K que presentan 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM-1P)
B) Canales que presentan dos segmentos transmembrana y 1 poro (2TM-1P) C) Canales que presentan dos segmentos transmembrana y 1 poro Referencias


Papel fisiológico de los canales de K+

Los canales de K+ constituyen el grupo más numeroso, heterogéneo y ubicuo de proteínas estructurales de membrana. En las células cardiacas, los canales de K+ juegan un importante papel en el mantenimiento del potencial de reposo celular, determinan la forma y duración del potencial de acción, la frecuencia de disparo de las células automáticas, la liberación de neurotransmisores y la morfología y duración de los PA y constituyen la diana sobre la que actúan diversos neurotransmisores, hormonas, fármacos y toxinas que modulan la función cardiaca (Tamargo et al., 2004; Nerbonne y Kass 2005).

Clasificación de los canales de K+

Los canales de K+ se pueden clasificar atendiendo a su topología, es decir, al número de poros y de segmentos transmembrana (TM) del canal (denominados S en los canales Kv y M en los canales no activados por voltaje), así como atendiendo a las diferencias en sus propiedades funcionales y farmacológicas. Los canales de K+ están formados por el ensamblaje de subunidades α que forman el poro del canal y diversas subunidades β. Se han identificado y clonado más de 80 genes que codifican diversos canales de K+ humanos (Alexander et al., 2011; Coetzee et al., 1999; Jenkinson et al., 2006; Lüscher y Slesinger 2010; Nerbonne y Kass 2005; Tamargo et al., 2004). (1-4,11). Los genes que codifican las subunidades α y β de los canales de K+ cardiacos se muestran en la Tabla 1.

Los canales de K+ cardíacos se puede clasificar según el número de segmentos transmembrana y poros, en:

  1. Canales formados por 2 segmentos transmembrana (M1 y M2, análogos a los segmentos S5-S6 de los canales Kv) y 1 poro (2TM/1P). A este grupo pertenecen los canales rectificadores internos responsables de las corrientes IK1 (Kir2.1-2.4), IKATP (Kir6.1-6.2) e IKACh (Kir3.1, Kir3.4). Estos canales pasan corriente (cargas positivas) hacia el exterior de la célula más fácilmente que hacia el interior de la célula.
  2. Canales formados por 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM/1P). A este grupo pertenecen: a) los canales voltaje-dependientes (Kv) de las familias Shaker (Kv1.1-1.8), Shab (Kv2.1-2.2), Shal (Kv3.1-3.4), Shaw (Kv4.1-Kv4.3), KCNQ (Kv7.1-7.5) y hERG ((human ether a go-go, Kv10.1-10.2, Kv11.1-11.3, Kv12.1-12.3). Los miembros de las subfamilias KV5-9 no expresan corrientes por sí mismos, pero pueden regular la actividad de otros canales Kv. b) Los activados por Ca2+. Estos, a su vez, pueden clasificarse según su conductancia en: de alta conductancia (KCa1.1, BK o maxi-K), de conductancia intermedia (KCa 3.1, IK) y de baja conductancia (KCa2.1-2.3 y KCa 3.1) (Wei et al., 2005). Todos estos canales poseen una subunidad α formadora de poros que comprende tetrámeros de subunidades idénticas (homoméricas) o de subunidades diferentes (heteroméricas). Sólo las subunidades α pertenecientes a la misma subfamilia pueden ensamblarse como heteromultímeros que depende de una región N-terminal de 120 aminoácidos altamente conservada llamada T1.
  3. Canales formados por 4 segmentos transmembrana y 2 poros (4TM/2P) o K<sub>2P</sub>, responsables de corrientes de fondo o background que mantienen el potencial de reposo celular. Mientras que canales 2TM/1P y 6TM/1P se ensamblan como tetrámeros para formar canales funcionales, los canales 4TM/2P se supone que forman dímeros a fin de mantener la simetría de 4 subunidades alrededor del poro (Douglas et al. 2019).

Por otro lado, en las células cardiacas los canales de K+ se pueden clasificar en:

  1. Activados por cambios de voltaje (Kv). A este grupo pertenecen los canales Kv que generan las corrientes Ito, IKur, IKr, IKs e IK1 que participan en la génesis del PA cardiaco, así como los canales activados al aumentar la concentración intracelular de Ca2+codificados por los genes KCNM y KCNN) (Attali et al., 2019). Estos canales se activan-abren durante la despolarización celular y, por su distinta cinética de activación-inactivación, participan en las diferentes fases de la repolarización del potencial de acción celular, modulando la frecuencia y morfología del mismo.
  2. Activados por ligandos. A este grupo pertenecen los canales de K+ que generan las corrientes IKATP e IKACh que participan en la repolarización del PA cardiaco.

  3. Tabla. Genes que codifican las subunidades α y β de los canales de K+ cardiacos Modificado de Tamargo et al., 2004b. DDP6: dipeptidil peptidasa 6. KChIPs: Kv Channel Interacting Proteins. KChAPs: K+ Channel-Associated Proteins. MinK: Minimal K+ channel subunit. MiRP: MinK-Related Peptide.
    Current α subunit β subunit
    Proteína Gen Locus Proteína Gen Locus
    Ito1 Kv4.3 KCND3 11p15.1 KChlP2 KCNIP1-4  
    DPPX DPP6 7q36.2-36.3
    DPP10 DPP10 2q14.1
    DPP10 DPP10 2q14.1
    MiRP1 KCNE2 21q22.12
    MiRP2 KCNE3 11q13-q14
    MiRP4 KCNE5 Xq22
    KChAP PIAS3 1q12
    Kv1.4 KCNA4 11P14.3-15.2 Kvβ1 KCNAB1 3q25.31
    Kvβ2 KCNAB2 1p36.31
    Kv4.1 KCND1 Xp11.23 KChIP1 KCNIP1 5q35.1
    Kv4.2 KCND2 7q31 KChIP2 KCNIP2 10q25
    DPP6 DPP6 7q36.2-36.3
    IKur Kv1.5 KCNA5 12p13.3 Kvβ1 KCNAB1 3q25
    Kvβ2 KCNAB2 1p36.3
    IKs Kv7.1 (KvLQT1) KCNQ1 11p15.5 MinK KCNE1 21q22.1-q22.2
    MIRP1 KCNE2 21q22.11
    MIRP2 KCNE3 11q13.4
    MIRP3 KCNE4 2q36.1
    MIRP4 KCNE5 Xq23
    IKr Kv11.1 (hERG) KCNH2 7q35-36 MinK KCNE1 21q22.1-q22.2
    MiRP1 KCNE2 21q22.1
    IK1 Kir2.1 (IRK1) KCNJ2 17q23
    Kir2.2 (IRK2) KCNJ12 17p11.2
    IKAch Kir3.1 (GIRK1) KCNJ3 2q24.1
    Kir3.4 (GIRK4) KCNJ5 11q25
    IKATP Kir6.1 (BIR) KCNJ8 11p15.1 SUR1 ABCC8 11p15.1
    Kir6.2 (BIR) KCNJ11 11p15.1 SUR2 ABCC9 12p12.1
    K<sub>2P</sub> K<sub>2P</sub>1.1 (TWIK-1) KCNK1 lq42-43
    K<sub>2P</sub>2.1 (TREK-1) KCNK2 lq41
    K<sub>2P</sub>3.1 (TASK-1) KCNK3 2p24.1-23.3
    K<sub>2P</sub>4.1 (TRAAK) KCNK4 6p21
    K<sub>2P</sub>6.1 (TWIK-2) KCNK6 19q13-1
    K<sub>2P</sub>7.1 (TWIK) KCNK7
    KCa KCa1.1 (BK) KCNMA1 10q22.3 β 1-β 4
    KCa3.1 (IK) KCNN4 19q13.2
    KCa2.1 (SK1) KCNN1 19p13.11 calmodulin
    KCa2.3 (SK3) KCNN3 1q31.3

    A) Canales de K que presentan 6 segmentos transmembrana y 1 poro (6TM-1P)

    Los canales funcionales resultan del ensamblaje entre 4 subunidades a formadoras del poro del canal y 4 subunidades , formando homo o heterotetrámeros. Cuando el canal es un homotetrámero, las cuatro subunidades a están codificadas por el mismo gen, mientras que los heterotetrámeros están constituidos por productos de distintos genes, pero siempre de la misma subfamilia.

    La conductancia a través de los canales de K+ no es lineal, sino que canales conducen iones K+ más efectivamente en un sentido que en otro (hacia el exterior/interior de la célula) al modificar el potencial de membrana. La rectificación externa tiene lugar cuando la despolarización facilita la apertura de los canales de K+, por lo que aquellos que presentan este tipo de rectificación facilitan la repolarización del PA y disminuyen la excitabilidad celular. Los canales de K+ que presentan rectificación interna se cierran al despolarizar la membrana, por lo que participan en el mantenimiento del potencial de membrana celular.

    Subunidad α de los canales Kv

    Es la unidad central del canal, ya que contiene el poro conductor, el filtro de selectividad que permite el paso de K+ frente a otros cationes, el sensor de voltaje que controla los mecanismos que regulan la cinética de apertura y cierre del canal y los puntos de unión para los ligandos endógenos y fármacos. Presenta 6 segmentos que atraviesan la membrana (S1-S6) con estructura secundaria de α-hélice conectadas entre sí, de los que 5 son hidrofóbicos (S1-S3, S5, S6) y uno (S4) está cargado positivamente (contiene arginina o lisina cada 3 residuos), extremos carboxi (C-) y amino (N)-terminales intracelulares (Caterall, 2010). (Cotzee et al., 1998; MacKinnon 1991, 2003; Pongs et al., 1992; Tamargo et al., 2004; Yellen et al., 2002; Caterall 2010). Los iones K+ se conducen de manera muy eficiente (107 iones canal-1seg-1) y son altamente selectivos, siendo al menos 10.000 veces más permeantes para el K+ que para el Na+ (Doyle et al., 1998, Sansom et al., 2002). El poro iónico está formado por los segmentos S5 y S6 y la región peptídica que une S4 y S5 (lazo P) y es responsable de la conducción y selectividad iónica del canal. La boca interna del canal está formado por el segmento que une los segmentos S4 y S5 y las regiones citoplasmáticas de los segmentos S5 y S6, mientras que la boca externa la forman la región P y la parte extracelular de los segmentos S5 y S6. La región P consta de 19 aminoácidos y penetra en el interior de la membrana. Los primeros 8 aminoácidos (D431-V438) y los 3 últimos (D447-T449) se localizan en la boca externa del poro, observándose que la sensibilidad al tetraetilamonio cuando se aplica a la superficie extracelular (TEAo) del canal aumenta casi 50 veces cuando la T449 se reemplaza por tirosina, cisteína o fenilalanina, mientras que la mutación de este residuo por lisina, arginina, glutamato o valina reduce la sensibilidad al TEAo y la amplitud de la corriente y suprime la rectificación del canal. La región P contiene también una secuencia muy conservada [(T/S)xxTxGYG] que determina la selectividad del poro para el K+ (MacKinnon 1991; Heginbotham et al., 1994).

    En el centro del segmento P se encuentra la secuencia VTMTTV, habiéndose demostrado que la T441 se localiza en la porción más profunda del poro y contribuye a la unión del TEA cuando ésta se administra intracelularmente. El segmento que conecta S4-S5 también forma parte del receptor para la partícula de inactivación. El sensor de voltaje está formado por el segmento S4, que presenta un aminoácido cargado positivamente cada tres residuos [XX- (A / L)] y las cargas negativas de los segmentos S1-S3, que ejercen una acción electrostática con S4 (Liman et al., 1991; MacKinnon 1991; Pongs, 1992). La apertura y cierre del canal genera un movimiento del sensor de voltaje de  12-13 eo a través del campo eléctrico transmembrana que genera una corriente, denominada corriente de gating (Bezanilla 2000). Mutaciones que neutralizan los aminoácidos cargados en S4 desplazan el valor del punto medio de activación del canal, lo que indica que participa en el cambio conformacional que conlleva a su apertura (Liman et al., 1991; Papazian et al., 1991).

    La subunidad α de los canales de K+ activados por Ca2+de alta conductancia (BKCa) está codificada por el gen KCNMA1. Presenta un extremo N-terminal corto extracelular, 7 segmentos transmembrana (S0-S6) y un largo dominio C-terminal que contiene dos motivos RCK RCK (motifs regulating the conductance of K+), el segundo de los cuales contiene los sitios de unión para Ca2+(calcium bowl) (Yuan et al., 2010) (Figura. Los segmentos S1-S4 forman el sensor de voltaje (S4 contiene varios residuos de arginina que "detectan" los cambios en la carga y se mueven de manera muy similar a otros canales Kv) y S5-S6 el poro del canal que contiene el filtro de selectividad. Las subunidades  están codificadas por los genes KCNMB1-4 se ensamblan con las subunidades α formando canales tetraméricos. Las subunidades β1 y β2 alteran la dependencia al Ca2+del canal; β3 altera la activación del canal (facilitando su inactivación) y β4 modula la fosforilación de las subunidades.

    La selectividad y la conductividad de estos canales de K+ ha sido estudiada en canales KcsA, un canal con dos segmentos transmembrana presente en la bacteria Streptomyces lividans (Doyle et al., 1998; Morais-Cabral et al., 2001; Zhou et al., 2001). Los iones K+ se mueven a favor del gradiente electroquímico desde el espacio intracelular y entran en la cavidad central del poro llena de agua, pasan el filtro de selectividad y finalmente alcanzan la boca extracelular del poro. Los iones K+ se hidratan en la cavidad central, se deshidratan a nivel del filtro de selectividad y se rehidratan posteriormente en la entrada extracelular. La característica interesante es que hay cuatro sitios de unión a K+ espaciados uniformemente, que están formados por los oxigenos de los grupos carbonilo de TVGYG y la cadena lateral de una treonina. Cuatro iones K+ pueden unirse a estos puntos, donde cada ión K+ se encuentra en medio de dos capas de oxígeno. Dado que la disposición de estos oxígenos proteicos puede imitar los oxígenos de agua que rodean a un ion K+ en solución, la energía de transferencia de los iones K+ de la cavidad central al filtro de selectividad es baja. El resultado neto es que la conducción de iones K+ se produce a velocidades cercanas al límite de difusión (Kuang et al., 2015).

    Cinética de los canales Kv

    Los canales tipo Shaker adoptan 3 estados conformacionales: un estado abierto (O), y dos no conductores, cerrado (C) e inactivo (I) (Zagotta y Aldrich, 1990). Durante la despolarización celular, los canales Kv se activan de forma inmediata con una cinética sigmoidal que sugiere que deben moverse a través de diversos estados no conductores, primero hacia un estado cerrado desde el cual el canal puede abrirse (C*) y, posteriormente, de C* a O: C ↔ C ↔ Cn ↔ C* ↔ O ↔ I. A continuación los canales entran en un estado no conductor (I), lo que conduce a una disminución de la corriente. La activación del canal implica desplazamientos relativamente grandes del segmento S4 que conducen a la apertura del canal por medio del acoplamiento directo entre la región del lazo entre S4-S5 y el extremo C terminal de S6, que con S5 limita la boca intracelular del poro del canal (Yellen, 2002). El segmento C-terminal de S6 contiene una secuencia altamente conservada (PxP o PxG), que es crítica en el acoplamiento del movimiento del sensor de voltaje con la apertura del canal. Luego, muchos canales se inactivan (se vuelven a los estados no conductores), lo que lleva a una disminución de la corriente macroscópica activada (Jiang et al., 2003). La inactivación del canal puede realizarse desde el estado abierto (O → I) o sin que el canal se abra (C* → I), mientras que la deactivación (I ↔ O) tiene lugar cuando la membrana se hiperpolariza. Cuando la membrana se repolariza los canales pasan del estado inactivo al estado cerrado (I → C) desde el que el canal esta listo una vez más para volver a activarse en respuesta a la despolarización de la membrana.

    La inactivación tiene lugar por dos mecanismos, uno rápido o tipo N y otro lento o tipo C, que implican a los extremos correspondientes de la subunidad α que forma el canal (Yellen, 2002; Imai et al., 2010). La inactivación rápida aparece en canales que generan corrientes transitorias (Kv1.1 y Kv1.4, Kv4.2 y Kv4.3, Kv3.1-3.4 y KCNM) y resulta de la oclusión de la boca internal del canal por un mecanismo de “cadena y pelota” una vez que el canal se abre (Coetzee et al., 1999; Rassmusson et al., 1998). En este modelo, los primeros 20-22 aminoácidos de cada uno de los 4 extremos N-terminales formarían una “bola de inactivación” que se une a través de una cadena de aminoácidos (residuos 23-83) a un receptor cargado negativamente, localizado en la cavidad central y en la boca intracitoplasmática del canal; los siguientes ocho aminoácidos hidrófobos se extienden desde la cavidad hasta la entrada intracelular produciendo la rápida inactivación (1-10 ms) del canal (Zhou et al., 2001). La inactivación rápida se suprime tras la administración intracelular de tetraetilamonio y por mutaciones que suprimen los primeros 22 aminoácidos del extremo N-terminal o rompen la secuencia de los segmentos hidrofóbicos S4-S5 y se restaura tras adicionar el péptido eliminado (Hoshi et al., 1991, Lopez-Barneo et al., 1993; MacKinnon y Yellen, 1990).

    La inactivación lenta tipo-C de los canales Kv1.2, Kv1.5, Kv2.1 y KCNH2 se produce a nivel de la boca externa del poro y parece resultar de cambios conformacionales en el filtro de selectividad del canal (López-Barneo et al., 1993; Rasmusson et al., 1998; Imai et al., 2010; Cuello et al., 2010). Se ha descrito que la alanina-469 localizada en el segmento S6 y la treonina localizada en la porción extracelular del lazo P (Thr449) juegan un papel fundamental en este tipo de inactivación (Hoshi et al., 1990; Pong et al., 1992; López-Barneo et al., 1993). La inactivación tipo-C se suprime cuando se realizan mutaciones en residuos situados en la boca extracelular del canal y en la porción extracelular del segmento S6 y se retrasa tras la aplicación extracelular de tetraetilamonio y al aumentar la [K+]e, debido a la interacción del K+ con un sitio de alta afinidad situado en la cara externa del poro iónico del canal, que impide que se produzca el cierre de la boca del canal, retrasando la inactivación (López-Barneo et al., 1993).

    Subunidades β

    Aunque la expresión de las subunidades α es suficiente para generar canales de K+ funcionales, su coexpresión con subunidades auxiliares o accesorias es necesaria para reproducir las características de los canales nativos (Tabla). Estas subunidades controlan la expresión y/o transporte a la membrana celular de los canales, el gating de los canales y pueden servir como sitio de unión de ligandos exógenos o endógenos que regulan el canal (Hanlon y Wallace, 2002).

    Las subunidades β de los canales de K+ representan un grupo molecular muy diverso (Figura). 1) Algunas subunidades α carecen de segmentos transmembrana y de puntos de glicosilación, lo que sugiere que se trata de proteínas intracitoplasmáticas [Kv α 1.1, Kv α 1.2, Kv α 1.3 y Kv α 2, KCHIP (Kv Protein Interaction Channel) y KChAP (K+ Canal Associated Protein)] que interactúan con los dominios intracelulares de los canales Kv. 2) Otras subunidades son proteínas con un segmento transmembrana (123-129 aminoácidos), un dominio N-terminal extracelular y un dominio C-terminal intracelular, como MinK (Minimal K+ channel subunit) y MinK-Related Proteins (MiRPs) codificadas por genes de la familia KCNE. 3) Proteínas transportadores de membrana dependientes de ATP (ABC), como los receptores de sulfonilureas (SUR) que contienen 12 segmentos transmembrana y dos puntos de unión de nucleótidos, que están presentes en las canales con rectificación interna Kir6.1-6.2) (Coetzee et al., 1999; Nerbonne y Kass, 2005; Pourrier et al., 2003; Hanlon y Wallace, 2002). Aunque MinK funciona como una subunidad auxiliar que se ensambla con KCNQ1 para formar los canales responsables de la IKs (Tristani-Firouzi y Sanguinetti, 2003), también puede modular la densidad de los canales hERG1 cuando se sobreexpresa en sistemas de expresión heterólogos.
    Las subunidades Kvβ 1.1-1.3 se asocian con las subunidades α de los canales Kv1 y la Kvβ 4 con los canales Kv2. Cada subunidad contiene una región central conservada con un largo extremo N-terminal variable. En los canales Shaker la interacción entre las subunidades α y β se produce entre dominios (T1) situados en el extremo N-terminal de la subunidad α y el C-terminal de la subunidad β (Wang et al., 1996; Gulbis et al., 2000).

    Subunidad α de los canales de K+ activados por Ca2+(KCa)

    Los monómeros de los canales de K+ de alta conductancia (BKCa) activados por Ca2+(BKCa) están codificados por el gen KCNMA1. La subunidad α presenta (Figura) un extremo N-terminal extracelular corto, 7 segmentos transmembrana (S0-S6). S1-S4 forma el sensor de voltaje (S4 contiene varios residuos de arginina que "detectan" los cambios en la carga y se mueven de manera muy similar a otros canales Kv) y S5-S6 forma el poro del canal y contiene el filtro de selectividad). Estos canales presentan un largo dominio C-terminal intracelular que contiene dos dominios RCK (motifs regulating the conductance of K+), el segundo de los cuales que contienen los puntos de unión para el Ca2+(Yuan et al., 2010) (Figura. Las subunidades β, codificadas por los genes KCNMB1-4, se ensamblan con las subunidades α formando tetrámeros. Las subunidades β 1 y β 2 alteran la dependencia de Ca2+; la β 3 altera el gating del canal (facilitando su inactivación) y la β 4 modula las fosforilación de las subunidades.

    Las subunidades Kvβ1.1, Kv β 2.1, Kvβ4.1 y KChAP pueden actuar como chaperones que facilitan el adecuado plegamiento y ensamblaje de las subunidades, el tráfico del canal y la expresión de las subunidades α en ciertos puntos de la membrana donde se unen a las proteínas que presentan dominios PDZ y SH3 (Accili et al., 1997; England et al., 1995; Morales et al., 1995). Las subunidades Kvβ1 pueden modular la expresión de los canales Kv4.3 y las subunidades Kvβ2 aumentan la expresión de los canales Kv1.2 y disminuyen la de los canales Kv1.5 (Accili et al., 1997; England et al., 1995; Morales et al., 1995).

    Los miembros de la subfamilia Kv β 1 (Kvβ1.1–1.3) y Kvβ3.1 presentan una porción N-terminal similar a la bola de inactivación N-terminal de la subunidad &#945 de los canales Shaker (Kv1) que actúa como una compuerta de inactivación por un mecanismo de “bola y cadena". Las subunidades Kvβ1.1-1.3, Kvβ2.1 y Kvβ3.1 se asocian a subunidades α de los canales Kv1 y las Kvβ4 a los canales Kv2. Las subunidades Kvβ1.1-1.3 aceleran la inactivación tipo-N de los canales Kv1.1, Kv1.2 y Kv1.4 y la tipo-C del canal Kv1.5 y desplazan la curva de activación hacia niveles más negativos de potencial de membrana (Hoshi et al., 1990; Martens et al., 1999). Además, las subunidades Kvβ1.2 y Kvβ1.3 modifican la velocidad de deactivación de los canales Kv1.4, mientras que la subunidad Kvβ2.1 acelera la inactivación tipo-N de los canales Kv1.4 y la inactivación tipo-C de los canales Kv1.5, a la vez que facilita que la activación tenga lugar a niveles más negativos de potencial de membrana. La subunidad MinK (Minimal K+ channel subunit) se ensambla con diversas subunidades α (Kv7.1, Kv11.1 y Kv4.3), por lo que podría regular las corrientes IKs, IKr e Ito, respectivamente. Las subunidades MirP (MinK-Related Peptides) se pueden asociar a las subunidades Kv11.1 (Barhanin et al., 1996; Sanguinetti et al., 1996), Kv7.1 (McDonald et al., 1997) y Kv4.2 y, de este modo, regular las corrientes IKs, IKr e Ito (McCrossan y Abbott, 2004).

    MiRP1 (codificada por el gen KCNE2) actúa como una unidad accesoria de hERG (codificada por el gen KCNH2) para generar la IKr (Abbott y Golstein, 2001). En sistemas heterólogos, la subfamilia de unidades MiRP puede ensamblarse con distintas subunidades α de los canales Kv (Abbott et al, 2001;.. Zhang et al, 2001) y modificar sus propiedades funcionales y/o su expresión en la superficie celular. MiRP1 también puede asociarse con canales catiónicos activados por la hiperpolarización y nucleótidos cíclicos (HCN), lo que sugiere un papel para la subunidad MiRP1 en la regulación de las corrientes de marcapaso (If) de las células cardiacas (Yu et al., 2001).

    Las subunidades Kvβ1.1, Kvβ2.1, Kvβ4.1 y KAchAP (K+ Channel-Associated Protein) podrían actuar como chaperones, facilitando la expresión de las subunidades  en determinados puntos de la membrana en los que se unen a una superfamlia de proteínas que presentan dominios PDZ y SH3. Las subunidades KChIPs (Kv Channel Interaction Protein) regulan la función y expresión de los canales que generan corrientes transitorias sensibles a 4-aminopiridina (Kv2.1, Kv1.3 y Kv4.3) (An et al., 2000; Patel et al., 2002) y la subunidad KChAP (K+ Channel Associated Protein) puede unirse al extremo N-terminal de los canales Kv1.3, Kv2.1 y Kv4.3 aumentando la densidad total de la corriente, lo que sugiere un papel tipo chaperona (Wible et al., 1998; Kuryshev et al., 2000). La dipeptidil peptidasa 6 (DPP6) es una glicoproteína de membrana con un largo extremo C-terminal extracelular que puede ser regular tanto el tráfico como la cinética de los canales Kv4.x (Radicke et al., 2005, Kin et al., 2001; Nadal et al., 2003).

    KChIP1-4 pertenecen a la familia de los sensores de Ca2+neuronales de la familia NCS que interactúa directamente con el dominio N-terminal de los canales de tipo Shal Kv4 (Kv4.1, Kv4.2 y Kv4.3) para modular su expresión en la superficie celular y su función (An y cols, 2000; Patel y cols, 2002). Las proteínas KCHIP retrasan la inactivación de la corriente, aceleran la recuperación de la inactivación y desplazan la dependencia de voltaje de la activación del canal (An et al., 2000; Nerbonne y Kass, 2005). La subunidad KChAP, un miembro de la familia de proteínas de unión al factor de transcripción, se puede unir al N-terminal de los canales Kv1.3, Kv2.1 y Kv4.3 aumentando la densidad de la corriente sin afectar sus propiedades voltaje- y tiempo-dependientes, lo que sugiere que podrían actuar como chaperones (Wible et al, 1998; Kuryshev et al, 2000). La dipeptidil peptidasa 6 (DPP6) es una glicoproteína de membrana con un largo extremo C-terminal que puede regular tanto el tráfico y como la cinética de los canales de Kv4.x (Radicke et al, 2005, Wada et al, 1992; Kin et al. , 2001; Nadal et al, 2003). Otro subunidad accesoria de los canales canal Kv es la DPPX o DPP6, una glicoproteína integral de la membrana integral con un dominio C-terminal extracelular bastante grande, que interactúan específicamente con las subunidades Kv4 .


    Figura. Subunidades reguladoras de canales iónicos. (A) Ensamblaje de la subunidad α de canales Kv a través del extremo N-terminal a un tetrámero citoplasmático de subunidades β. (B) Interacción de la subunidad α del canal Kv4.2 a 4 subunidades citoplasmáticas KChIP y a una subunidad DPPX. (C) Asociación del canal Kv7.1 con 2 subunidades MinK para generar la IKs. Se observa el complejo macromolecular del canal con la proteína adaptadora yotiao, que a su vez se une a las enzimas reguladoras de la PKA y de la proteína fosfatasa 1. (D) Complejo formado por una subunidad α del canal Kv11.1 que genera la IKr, las subunidades reguladoras MiRP y KChAP y una proteína de densidad postsináptica (PSD). Adaptada de McCrossan y Abbott, 2004.

    1. El componente de activación rápida de la corriente rectificadora de salida de K+ (IKr)

    La IKr juega un papel importante en la fase 3 de repolarización cardiaca y en el control de la duración del PA y de la refractariedad auricular y ventricular. La corriente nativa resulta del ensamblaje de la subunidad α (Kv11.1, o HERG) codificada por el gen KCNH2 con dos auxiliares subunidades β, MinK codificada por el gen KCNE1 y MiRP1 codificada por el gen KCNE2) (Sanguinetti, 2010). En humanos, el gen KCNH2 que codifica la subunidad α de los canales de K+ ether a go-go-related type 1 (hERG1) está localizado en el cromosoma 7q35-36, y la región de codificación comprende 16 exones que abarcan aproximadamente 34 kb de secuencia genómica. La subunidad hERG1 está compuesta por 1.159 aminoácidos (127 kDa) y tiene seis dominios transmembrana (S1-S6). hERG1a presenta un largo N-terminal (376 aminoácidos) y los residuos 1-135 contienen una estructura de interacción proteína-proteína llamada dominio Per-Arnt-Sim (PAS) que normalmente interactúa con el canal y reduce la velocidad de desactivación (Morais et al., 1998). El dominio PAS puede ser fosforilado (Cui et al., 2000) y necesita estar plegado correctamente para que tenga lugar el tráfico normal del complejo del canal desde el retículo sarcoplásmico (RS) al aparato de Golgi y, posteriomente, a la superficie celular (Paulussen et al., 2002). La lenta desactivación asociada a las subunidades hERG1a puede estar mediada por una interacción entre el dominio PAS y el lazo de unión entre S4-S5 (Wang et al., 1998), una estructura que acopla el sensor de voltaje al movimiento de apertura y cierre de la puerta de activación (Long et al., 2005). Mutaciones en esta región presentes en pacientes con SQTL interrumpen el tráfico del canal y su deleción acelera en gran medida la velocidad de desactivación (Chen et al, 1999;. Morais et al, 1998) quizás por interrumpir su interacción con el lazo de unión entre los segmentos S4-S5 del canal (Sanguinetti , 2010). El extremo C-terminal del canal contiene un dominio de unión a nucleótidos cíclicos (CNBD). Los canales HERG están regulados por la PKA, que fosforila diversos residuos localizados en los extremos C-y N-terminales, y por el cAMP a nivel del CNBD. La activación de la PKA reduce la corriente hERG, mientras que la unión directa de AMPc al canal hERG la aumenta. El AMPc aumenta la corriente hERG cuando se coexpresa con MiRP1 o MinK, un hallazgo de que mutaciones de pérdida de función en el CNBD se asocian con el SQTL2 (Satler et al, 1996;. Tseng, 2001).

    La IKr se activa e inactiva muy rápidamente, y muestra marcada rectificación interna a potenciales positivos debido a la rápida inactivación voltaje-dependiente tipo C mediada por el reordenamiento del filtro de selectividad (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1991; Smith et al, 1996). La amplitud de la IKr aumenta progresivamente cuando la célula se despolariza entre -40 mV y 0 ó +10 10 (figura) (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1990). La conductancia de los canales hERG1 es de 12.4 pS entre -60 y -120 . El umbral para la apertura del canal es de -50 mV y el voltaje requerido para la inactivación media es de aproximadamente -30 mV. A potenciales de membrana más positivos, los canales pasan muy poca corriente porque inactivación del canal se desarrolla más rápido que la activación del mismo (O → I). Además, los canales también se pueden inactivar a partir del estado cerrado (C → I). Como resultado, los canales se acumulan en el estado inactivo durante la despolarización, lo que explica la forma de campana de la relación I-V de la corriente (Spector y cols, 1996; Tseng, 2001). Sin embargo, los canales vuelven a abrirse durante la repolarización, a medida que pasan del estado inactivo al abierto (I → O). Debido a que la recuperación de la inactivación (I → O) es diez veces más rápida que la velocidad de desactivación (O → C), se genera una gran corriente de salida de K+ a potenciales de membrana negativos a 0 mV, lo que facilita la fase 3 de repolarización. Ello explica por qué la IKr juega un papel importante en la regulación de la duración del PA y de la refractariedad cardiacas.

    Figura. Corrientes registradas a través de los canles Kv11.1

    Canalopatías asociadas a mutaciones en el canal HERG

    Mutaciones homocigóticas en el gen KCNH2 son muy raras, ya que conducen a la muerte intrauterina y si los individuos sobreviven presentan una marcada prolongación del intervalo QT grave (Hoorntje et al, 1999; Johnson et al, 2003). Las mutaciones en KCNH2 causantes del SQTL2 pueden resultar en una reducción en IKr por ejercer un efecto dominante negativo (mutaciones localizadas en el poro), por generar canales no funcionales o por una alteración en el tráfico del canal hacia la membrana (Sanguinetti 2010;. Zhou et al, 1998; Splawski y cols ., 2000; Kass y Moss, 2003; Sanguinetti y Tristani-Firouzi, 2006; Sanguinetti 2010). Un plegamiento defectuoso de las proteínas, la retención de proteínas mal plegadas en forma glicosilada en el retículo sarcoplásmico, donde se degradan rápidamente por vía de la de la ubiquitina-proteasoma, o la interrumpieron del tráfico hacia el aparato de Golgi o hacia la superficie de la membrana son los principales mecanismos asociados a la pérdida de función causada por mutaciones con cambio de sentido en hERG1 (Zhou et al 1998, Anderson et al., 2006). Otras mutaciones (p.ej. con desplazamiento del marco de lectura, codon de parada prematura o deleciones que producen una proteína truncada) e incluso algunas mutaciones con cambio de sentido pueden producir una haploinsuficiencia, situación en la que las subunidades mutantes y normales no interactúan y en la que sólo el 50% de los canales hERG es posible que sean disfuncionales o no estén presentes (por haberse degradado rápidamente) (Sanguineti, 2010).

    Las mutaciones en el lazo S4-S5 alteran el gating del canal por aumentar la inactivación (G584S, Zhao et al, 2009;. Sanguinetti y Xu, 1999), mientras que las mutaciones en el dominio PAS aumentan la velocidad de desactivación del canal y tienden a reducir el tiempo que los canales residen en el estado abierto; en ambos casos disminuye la amplitud de la la IKr y se prolonga el intervalo QT (Cabral et al, 1998; Shushi et al, 2005). Un retraso en la repolarización ventricular predispone a la aparición de actividad desencadenada (triggered focal activity) por pospotenciales tempranos. La reducción de la IKr resulta en una prolongación de la DPA y un aumento en la dispersión de la repolarización a través de la pared del ventricular, que se manifiesta en el ECG como prolongación del intervalo QT y el ensanchamiento de la onda T, respectivamente (Sanguinetti, 2010). A mutación particularmente interesante, la N629D, resulta en un "ganancia de función" de hERG que conduce a la pérdida de la inactivación tipo C asociada a una pérdida de la selectividad iónica del canal (Lees-Miller et al., 2000). hERG contiene una secuencia en el poro que determina la selectividad por el K+ que es modificada por la mutación de GFGN a GFGD, permitiendo el paso inespecífico de cationes monovalentes.

    En diversos estudios que incluían 226 pacientes con SQTL2 el 62% de las mutaciones eran mutaciones con cambio de sentido, 24% eran mutaciones por desplazamiento del marco de lectura y el 14% restante eran mutaciones sin sentido, en el sitio de empalme (splice site) o inserciones o deleciones en KCNH2 (Kapplinguer et al, 2009;. Splawski y cols, 2000;. Kass y Moss, 2003; Sanguinetti y Tristani-Firouzi, 2006). Las mutaciones en el dominio PAS aumentan la velocidad de deactivación del canal, y tienden a reducir el tiempo que los canales permanecen en el estado abierto, reduciendo la amplitud de la corriente (Cui et al., 2000). La reducción de la IKr produce un retraso en la velocidad de la repolarización ventricular, una prolongación de la DPA y de la dispersión de la repolarización a través de la pared ventricular, que se manifiestan en el ECG por una prolongación del intervalo QT y un ensanchamiento de la onda T (Sanguinetti, 2010). Un retraso en la repolarización ventricular predispone a la aprición de portpotenciales tempranos arritmogénicos. Las mutaciones en el gen KCNE2 que codifica MiRP1 se asocian al SQTL5. Por el contrario, una mutación sin sentido en hERG1 (N588K) se asocia con el síndrome de QT corto (Brugada et al., 2004). Asn588 se encuentra en el lazo entre S5 y el poro de la subunidad hERG1 y su mutación a lisina produce un desplazamiento en la dependencia de voltaje de la inactivación de tipo-P hacia valores más positivos. Este cambio reduce el proceso de inactivación que conduce a un aumento en la corriente de salida durante la fase de meseta del AP, lo que acorta el intervalo QT.

    2. El componente lento de la corriente de salida de K+ que presenta rectificación tardía (IKs)

    La IKs es la resultante de la coexpresión de la subunidad  Kv7.1 (o KVLQT1) codificada por el gen KCNQ1 con una de las cinco subunidades accesorias codificadas por los genes de la familia KCNE (KCNE1-4 - MinK, MiRP1-5) y una proteína adaptadora Yotiao (Barhanin et al., 1996; Sanguinetti y cols, 1996; Marx et al., 2002). El gen KCNQ1 tiene 404 kb de longitud, se encuentra en el cromosoma 11p15.5 y codifica una proteína de 75 kDa que contiene 676 aminoácidos (Wang et al., 1996). Cada subunidad contiene seis segmentos transmembrana (S1-S6 que implican los residuos 122-348) conectados por lazos alternantes intra y extracelulares, un poro (formado por los residuos 300-320) situado entre los segmentos S5 y S6, un extremo N-terminal (residuos 1-121) y un largo C-terminal citosólico (residuos 349-676) que participa en el gating del canal, el ensamblaje de las subunidades y el tráfico de loa canales hacia la membrana (Dvir et al., 2014; Wu et al., 2016). Las cuatro subunidades α se unen a la subunidad MinK (129 aminoácidos con un solo segmento transmembrana) codificada por el gen KCNE1 y la proteína adaptadora Yotiao, y forman un compleo macromolecular que permite permite la conducción de K+ a través del poro hidrofílico ubicado en el centro del complejo. Los segmentos S1-S4 del canal de potasio forman un dominio sensor de voltaje (VSD). La región del poro está compuesta por dos segmentos transmembrana (S5-S6) unidos por un lazo que contiene los aminoácidos conservados que forman el filtro de selectividad (residuos 312–317) y los puntos de unión para diversos bloqueantes de canal y que determina la amplitud de la corriente y la selectividad iónica (Kurokawa et al., 2001; Wu et al., 2016). El extremo C-terminal presenta un motivo de cremallera de leucina (residuos 588–616) a través del cual la proteína de anclaje A-quinasa 9 (AKAP9 o Yotiao) acopla la proteína quinasa A (PKA) y la proteína fosfatasa 1 (PP1) al complejo KVLQT1-KCNE1 (KCNE1-5) (Marx et al., 2002).

    La IKs se activa lentamente a potenciales más positivos de -30 mV y presenta una relación corriente-voltaje (IV) lineal que llega a la mitad de la activación máxima a +20 mV, es decir, durante la fase 2 del PA (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1990; Tristani-Firouzi y Sanguinetti , 2003). Esta corriente presenta una amplitud de hasta 10 veces mayor que la IKr, pero su cinética de activación es más lenta que otras corrientes de K+. La cinética de desactivación también es muy lenta y voltaje-dependiente (Sanguinetti et al., 1990, 1996). Por lo tanto, la IKs contribuye a la repolarización cardiaca, particularmente en las células con una DPA más prolongada. Por otra parte, la IKs es un determinante principal del acortamiento frecuencia-dependiente del PA cardiaco, así como del acortamiento de la fase terminal del PA que se produce durante la estimulación adrenérgica. La estimulación simpática y el aumento progresivo de la frecuencia cardiaca produce un acortamiento progresivo del intervalo diastólico que impide la desactivación completa (O  C) de la IKs, lo que resulta en una acumulación progresiva de canales abiertos y, por tanto, una repolarización rápida (Sanguinetti y Jurkiewicz, 1993; Delpon et al., 1995; Stengl et al., 2003; Volders et al., 2003; Zeng et al., 1995). Por el contrario, cuando la IKs disminuye, el intervalo QT no se acorta adecuadamente durante la taquicardia, lo que crea una condición altamente arritmogénica.

    La estimulación β-adrenérgica aumenta la fosforilación de la IKs mediada a través de la PKA y produce un marcado aumento de la amplitud de la corriente al aumentar la velocidad de activación y reducir la velocidad de desactivación del canal (Marx et al, 2002; Furokawa et al, 2003). En el extremo C-terminal de KCNQ1 existe un motivo de cierre o cremallera de leucina (“leucine zipper” o ZIP, residuos 588-616) que coordina su unión a la proteína de anclaje de la kinasa A tipo 9 (AKAP9 o yotiao (Clancy y Kass, 2005), que a su vez se une y recluta a la PKA y a la proteína fosfatasa 1 (PP1) al canal. Este complejo, a su vez, regula la fosforilación de la Ser-27 en N-terminal de KCNQ1 (Marx et al., 2002). La fosforilación de la IKs aumenta marcadamente la amplitud de la corriente al acelerar la velocidad de activación del canal (C → O) y reducir la velocidad de deactivación del mismo (O → C), lo que se traduce en una aceleración de la repolarización del PA cardiaco (Furokawa et al., 2003; Marx et al., 2002).

    Las mutaciones en los genes KCNQ1 o KCNE1 pueden reducir la IKs través de un efecto dominante negativo, por disminuir la respuesta a la estimulación β-adrenérgica (Abbott y Goldstein, 2002;. Kurokawa et al, 2003) o por alterar el gating del canal (es decir, por reducir la velocidad de activación del canal o aumentar su velocidad de desactivación) (Bianchi et al, 1999;. Chen et al, 1999;. Chouabe et al 2000; Splawski et al, 2000). Las mutaciones en KCNQ1 producen un SQTL debido a que ejercen, con frecuencia, un efecto dominante negativo sobre las subunidades normales que conduce una reducción o una pérdida completa de la corriente que conduce a una marcada prolongación de la DPA (QT del ECG) (Wang et al, 1996). En otros casos, se produce una pérdida completa de la corriente debido al ensamblaje de canales no funcionales o a que los canales no trafican hacia la superficie de la membrana celular (Bianchi et al., 1999). Las mutaciones también pueden alterar el gating del canal, lo que normalmente se manifiesta por una reducción en su velocidad de activación (R539W, R555C) (Chouabe et al., 1997, 2000), o un aumento de su velocidad de desactivación (KCNE1 S74L, V47F y W87R y KCNQ1 W248R) (Franqueza et al, 1999; Bianchi et al, 1999; Splawski et al, 2000) Una mutación en KCNQ1 localizada en el extremo C-terminal (G589D) asociada a SQTL interrumpe el motivo de cremallera de leucina e impide la regulación de la IKs por el AMPc, lo que sugiere que los canales mutantes pueden no responder a la señalización -adrenérgica con un acortamiento de la DPA lo que incrementa el riesgo de paarición de taquiarrritmias durante el ejercicio (Marx et al., 2002).

    Canalopatías

    Las mutaciones en KCNQ1 pueden causar una disfunción en el canal de Ks, un retraso en la apertura del canal y/o una reducción en la duración que el canal está abierto (Keating et al., 1991; Moss et al., 2007; Dvir et al., 2014). Esto da como resultado una disminución en la IKs o una pérdida de la función que conduce a prolongación de la fase 3 de la PA cardíaco y del intervalo QT del ECG que puede conducir a la aparición de arritmias cardiacas graves.

    Las mutaciones en KCNQ1 o KCNE1 pueden reducir la IKs a través de un efecto dominante negativo, una menor respuesta a la señalización β-adrenérgica (Abbott y Goldstein, 2002; Kurokawa et al., 2003). Las mutaciones en KCNQ1 causan un SQTL por una reducción o una pérdida completa de la IKs, lo que resulta en una reducción de la corriente de repolarización durante el AP (Wang et al., 1996). Estas mutaciones a menudo producen un efecto dominante negativo sobre las subunidades normales, lo que resulta en una reducción >50% de la corriente. En otros casos, hay una pérdida completa de la corriente, que se ha demostrado que resulta del ensamblaje de canales no funcionales o de la imposibilidad de las subunidades sintetizadas para transitar por el citoplasma y alcanzar la membrana (Bianchi et al., 1999). Las mutaciones también pueden alterar las propiedades de activación de canales, que normalmente se manifiestan como una reducción en la velocidad de activación de los canales (R539W, R555C) (Chouabe et al., 1997, 2000), o un aumento en la velocidad de desactivación de canales (S74L, V47F y W87R en KCNE1 y W248R KCNQ1) (Franqueza et al., 1999; Bianchi et al., 1999; Chen et al., 1999; Chouabe et al. 2000; Splawski et al., 2000).

    La modulación β-adrenérgica de la IKs requiere la unión del AMPc, la proteína quinasa dependiente de AMPc (PKA) y la proteína fosfatasa 1 (PP1) a la subunidad KCNQ1 a través de la proteína yotiao. Yotiao se une a KCNQ1 por un motivo de cremallera de leucina que se interrumpe por una mutación en el C-terminal de KCNQ1 (G589D) y los canales mutantes no responden a la señalización β-adrenérgica. El desacoplamiento del canal de la modulación simpática evita el acortamiento adecuado de la APD en respuesta a los aumentos en la frecuencia cardíaca y aumenta el riesgo de taquiarritmias ventriculares que pueden conducir a la muerte súnbita en en algunos pacientes (Marx et al., 2002).

     

    B) Canales que presentan dos segmentos transmembrana y 1 poro (2 TM-1P)

    Los canales de K+ rectificadores internos (Kir) codificados por los genes KCNJ1-15 presentan una característica única y es que conducen más iones K+ hacia el interior que hacia el exterior de la célula y conducen iones K+ durante la hiperpolarización, en lugar de durante la despolarización como sucede con otros canales de K+. Por lo tanto, los canales de Kir deben contribuir principalmente a la estabilización del potencial de membrana en reposo. al potencial de equilibrio para K+ (aproximadamente ~ -90 mV) y a la fase de repolarización (fase 3) del PA con poco o ningún efecto sobre la fase de meseta del mismo (Lopatin y Nichols, 2001).

    Los canales Kir (Kir1.x-Kir7.x, donde x es el número de cada miembro) están formados por homo o heterotetrámeros de 4 subunidades a y 4 b. La subunidad a está formada por dos segmentos transmembrana (M1 y M2, similares a S5 y S6 en la familia Shaker) entre los que se dispone la región P de 30 aminoácidos en la que se encuentra la secuencia G(Y/F)G que constituye el filtro de selectividad el canal; los extremos N- y C-terminales que son citoplasmáticos (Coetzee et al., 1999; Nerbonne y Kass, 2005; Tamargo et al., 2004; Doyle et al., 1998; Lopatin y Nichols, 2001; Seino y Miki, 2003; Hibino et al., 2010). El dominio de formación del poro es responsable de la conductancia iónica, mientras que el dominio citosólico regula la activación-inactivación del canal. Los canales de Kir forman homo o heterotetrámetros. Aunque los canales Kir no presentan un dominio análogo al S4 de otros canales iónicos (sensor de voltaje) existe una región, denominada M0, con cierta homología y con repeticiones de residuos cargados. El dominio C-terminal también participa en la selectividad iónica y en la rectificación interna del canal y presenta una secuencia (S/T-X-V/I) que permite su unión a proteínas de anclaje (PDZ, PSD-95/SAP90) de la membrana.

    Los datos cristalográficos obtenidos de los dominios transmembrana en homólogos bacterianos mostraron que el filtro de selectividad contiene una firma GYG que está ubicada cerca del lado extracelular de la membrana. A ello le sigue una cavidad acuosa de ~ 10 Å de diámetro y luego el poro se estrecha hacia el lado intracelular de la membrana. Los dominios citoplasmáticos de los canales de Kir de mamíferos sugieren la existencia de un ensanchamiento en la parte intracelular del poro. Varios residuos son críticos para la rectificación hacia adentro, incluida la D172 ubicada al nivel de la cavidad del agua y los dos residuos ácidos en la región citoplásmica, E224 y E299. Las poliaminas se unen con una fuerte afinidad en el sitio de unión en el interior del canal, cerca de D172 y del filtro de selectividad (Anumonwo y Lopatin, 2010). El dominio citosólico forma un sitio de interacción con diversos mediadores reguladores intracelulares y contiene, además, múltiples sitios conservados de unión para iones que son críticos para la rectificación interna (Hibino et al., 2010). La activación de los canales de Kir está regulada por el fosfatidilinositol lipídico 4,5-bifosfato (PIP2) (Shu y Hille, 2008). Un modelo molecular de cómo PIP2 puede controlar la actividad del canal de Kir propone que PIP2 refuerza las interacciones de los extremos N y C de Kir, uniéndolos a la cara citoplásmica de la membrana y cerrando (abriendo) mecánicamente el canal (Anumonwo y Lopatin, 2010).

    Los canales Kir, a su vez, pueden subclasificarse en 4 grupos (McKinnon 2003; Hibino et al., 2010):

    a) Los canales Kir clásicos (Kir2.x) son constitutivamente activos y generan la IK1 que es más prominente en el tejido ventricular. La corriente resulta de un ensamblaje heteromérico de las subunidades Kir2.1, Kir2.2 y Kir2.3 codificadas por los genes KCNJ2, KCNJ12 y KCNJ4, respectivamente) (Lopatin y Nichols, 2001). A potenciales de membrana negativos, la IK1 es mucho mayor que cualquier otra corriente, por lo que es quien determina el potencial de reposo de las fibras de Purkinje, así como de los miocitos auriculares y ventriculares a niveles cercanos al potencial de quelibrio para el K+. Tras la despolarización, los canales se cierran casi de inmediato, permanecen cerrados en toda la meseta y se abren nuevamente a potenciales negativos a -20 mV. Por tanto, la IK1 contribuye también a la fase terminal 3 de repolarización. La fuerte rectificación hacia el interior de la IK1 resulta de un bloqueo voltaje-dependiente del poro interno del canal por iones Mg2+ y poliaminas que se encuentran en el citosol (espermina, espermidina, putrescina) (Vandenberg, 1987; Lopatin y Nichols, 2001). El Mg2+ bloquea la IK1 individuales con una KD muy baja (10.5 μM a +30 mV), por lo que a concentraciones fisiológicas de Mg2+ citoplasmático (0.5–2 mM), la tasa de bloqueo es tan rápida que la rectificación hacia el interior aparece como un proceso instantáneo. La IK1 está regulada directamente por el fosfatidilinositol bisfosfato (PIP2) (Huang et al., 1998) y muchas de las mutaciones identificadas en pacientes con síndrome de Anderson-Tawil (R67W, D71N, T75R, G146D, R189I, R218W, G300D, R312C) se encuentran en la región de unión del PIP2 en el canal Kir2.1 (Donaldson et al., 2003).

    La IK1 es más prominente en las células ventriculares y en las fibras de Purkinje y significativamente más pequeña en las aurículas. Sin embargo, la densidad de IK1 es aún más pequeña en las células marcapasos de los nódulos SA y AV, lo que puede explicar por qué los potenciales de reposo en estas células están más despolarizados (-60 a -45 mV) que en las células musculares auriculares y ventriculares (-80 a -90 mV) (Schram et al., 2002). La densidad de la IK1 también es diferente en las distintas regiones del miocardio ventricular, existiendo importantes diferencias entre las especies.

    b) Los canales acoplados a proteínas G (Kir3.1-Kir3.4) generan las corrientes de K+ activadas por la Ach (IKAch) y adenosina (IKAdo) tras estimular sus receptores muscarínicos-M2 y adenosina-A1, respectivamente, respectivamente, a sus receptores M2 y A1. El ensamblaje heteromérico de las subunidades Kir3.1 y Kir3.4 codificadas, respectivamente, por los genes KCNJ3 y KCNJ genera la IKAch. Los canales de KAch se expresan en el nódulo SA, donde juega un papel fundamental en la regulación de la frecuencia cardíaca regulada a través de la actividad del nervio vago y del nódulo AV. La amplitud de la IKAch es más marcada en las aurículas que en los ventrículos, aunque la densidad de los canales puede variar en distintas porciones de la aurícula, siendo la densidad de la corriente mayor en la aurícula derecha que en la izquierda (Kuomi y Wasserstrom, 1994; Lomax et al., 2003).

    Tras la unión de la acetilcolina a los receptores muscarínicos M2, las subunidades αγ de la proteína G sensible a la PTX (familia Go/Gi) activan el canal KAch interactuando directamente con sus extremos N y C intracitoplasmáticos. La activación de IKAch hiperpolariza el potencial de membrana, disminuye la frecuencia espontánea de disparo de las células marcapasos de los nódulos SA y AV y retrasa la conducción AV (Tamargo et al., 2004).

    c) Los canales de K+ sensibles a ATP (Kir6.x) generan la IKATP son inhibidos por los niveles fisiológicos intracelulares de ATP, por lo que acoplan el metabolismo celular al potencial de membrana (Seino y Miki, 2003; Billman et al., 2008; Yokoshiki et al., 1998). Los canales KATP cardíacos son octámeros heteroméricos que resultan del ensamblaje de cuatro subunidades rectificadoras internas (Kir6.1 o Kir6.2 codificadas por los genes KCNJ3 o KCNJ11, respectivamente) y 4 subunidades reguladoras SUR (receptores de sulfonilurea: SUR1 o SUR2), miembros de la familia de proteínas transportadoras dependientes de ATP (ATP-binding cassette) codificadas por los genes ABCC8 y ABCC9, respectivamente (Seino y Miki, 2003; Tinker et al., 2018). La apertura de los canales de KATP durante la isquemia o la hipoxia, situaciones en las que disminuyen los niveles intracelulares de ATP) provoca un acortamiento de la APD que minimiza el flujo de salida de K+ (Tamargo et al., 2004) y se ha sugerido que también contribuye a la cardioprotección durante el fenómeno de preacondicionamiento isquémico (Grover y Garlid, 2000). La subunidad SUR2A tiene tres dominios transmembrana (TMD0, TMD1 y TMD2), cada uno de los cuales consta de cinco, cinco y seis regiones que atraviesan la membrana y dos puntos de unión de nucleótidos (NBF-1 y NBF-2) ubicados en el bucle entre TMD1 y TMD2 en el extremo C-terminal (Seino y Miki, 2003). La subunidad SUR2A confiere sensibilidad a MgADP, sulfonilureas y agonistas de los canales K+ (Tamargo et al., 2004). El extremo C-terminal de los canales Kir6.2 también presenta un motivo de retención en el retículo endoplásmico (RKR) 2 y en un bucle intracelular entre TMD1 y NBF-1 en SUR2A que evita su expresión en la superficie en ausencia de la otra subunidad.

    En los corazones de ratón, los canales KATP difieren según la cámara cardiaca de la cámara. SUR1 y Kir6.2 son las subunidades principales del canal KATP en el miocardio auricular, mientras que SUR2A y Kir6.2 generan los canales KATP en el miocardio ventricular (Flagg et al., 2008; Bao et al., 2011). Sin embargo, en el corazón humano, las subunidades tanto SUR1 como SUR2A probablemente contribuyen a los canales KATP en los miocitos auriculares y ventriculares (Fedorov et al., 2011). d) Canales transportadores de K+ (Kir1.x, Kir4.x y Kir7.x).







    Figura. Canales de K+ sensibles a ATP

    Canalopatías

    Se han identificado varias canalopatías asociadas con mutaciones por pérdida o ganacia de función en el gen KCNJ2 que codifica loscanales Kir2.1: síndrome de QT largo 7 o síndrome de Andersen-Tawil, taquicardia ventricular polimórfica catecolaminérgica (CPVT), fibrilación auricular familiar y QT3 corto (SQT3).

    B) Canales que presentan dos segmentos transmembrana y 1 poro (2 TM-1P)

    Estos canales son muy abundantes tanto en células excitables como no excitables (Enyedi y Czirjak, 2010). Cada canal presenta 4 segmentos transmembrana (TMS1-4) y dos poros y sus extremos N-y C-terminales son intracelulares (Miller et al., 2012; Brohawn et al., 2014; Lolicato et al., 2014; Dong et al., 2016; Bayliss et al., 2019). A diferencia de los canales Kv y Kir que se ensamblan como tetrámeros, los canales K<sub>2P</sub> existen como homodímeros o heterodímeros (Miller et al., 2012; Brohawn et al., 2014; Lolicato et al., 2014; Dong et al., 2016). Cada uno de los (dos) dominios del poro en cada subunidad α contribuye a la formación del poro (Lesage y Lazdunski 2000; Patel y Honore 2001; O'Connel et al, 2002). El motivo G(Y/C)G convencional que confiere la selectividad al K+ se conserva en el lazo del primer poro, pero se sustituye por G(F/L)G en el segundo. Las corrientes generadas por los canales K<sub>2P</sub> muestran dependencia de voltaje y de tiempo y sus curvas I/V puedend escribirse siguiendo la ecuación de Goldman-Hodgkin-Katz (GHK), lo que sugiere que regularían el potencial de membrana en reposo y la excitabilidad celular. Hay cuatro clases de canales K<sub>2P</sub> cardiacos: TASK, TWIK, TREK y THIK.

    Los canales K<sub>2P</sub> tienen varias características únicas (Enyedi y Czirjak, 2010). Normalmente se encuentran constitutivamente abiertos (Piechotta et al., 2011), mientras que los otros canales K+ están estrictamente regulados en sus estados cerrado y abierto. Los miembros de varias subfamilias de subunidades K<sub>2P</sub> dan lugar a corrientes selectivas de K+, pero que presentan distintas propiedades voltaje- y tiempo-dependientes y distinta selectividad a diversos moduladores, tales como pH, ácidos grasos insaturados y anestésicos anestésicos volátiles (Tamargo et al. 2004, Lesage y Lazdunski 2000). La expresión heteróloga de TREK-1 y TASK-1 da lugar a corrientes de K+ instantáneas, no inactivadoras que muestran poca o ninguna dependencia de voltaje, lo que sugiere que estas subunidades contribuyen a las corrientes K+ de “goteo” (background) cardiacas (Tamargo et al., 2004). La superficie externa del poro juega un papel crítico en el gating de los canales K<sub>2P</sub>, en una forma que recuerda la de inactivación tipo-C de los canales Kv. Adicionalmente, se sugirió que los canales K<sub>2P</sub> también poseen una compuerta de activación interna que estaría acoplada positivamente con la compuerta exterior.

    Canales K<sub>2P</sub> controlan el potencial de reposo en muchas células y ello les permite controlar directamente la excitabilidad celular. Estos canales están regulados por diversos factores voltaje-independientes, tales como parámetros fisico-químicos: pH, acidosis, temperatura, distensión mecánica o ácidos grasos insaturados (Cohen et al., 2009; Enyedi y Czirják, 2010). La activación de las vías de señalización Gs-AMPc-PKA y Gq-PLC-DAG-PKC inhiben los canales TREK a través de la fosforilación de residuos de serina localizados en el extremo C-terminal. Los canales TREK-1 se activan a través de la vía NO-GMPc-PKG, pero el sitio de fosforilación en la PKG está ausente en TREK-2. Farmacológicamente, los canales K<sub>2P</sub> son la diana de diversos antidepresivos, anestésicos inhalatorios, agentes neuroprotectores, y estimulantes respiratorios (Tamargo et al., 2004). Los canales TASK-1 y TASK-3 se inhibiben en medio ácido (que protona H98 en el TSM1) y anandamida. La hypoxia inhibe TASK de forma indirecta, variando la vía de señalización según el tipo celular. Sin embargo, los canales TASK se activan por halotano e isofluorano, pero a diferencia de los canales TREK, no se modflan por el éter o el cloroformo.



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